目前，已知的RNA修饰方式超过150种，其中甲基化修饰是一种较广泛的修饰方式，包括N⁶-甲基腺苷（N⁶-methyladenosine, m⁶A）、5-甲基胞嘧啶（5-methylcytosine, m⁵C）等。m⁶A是真核生物信使RNA（messenger RNA, mRNA）中最常见和最丰富的一种甲基化修饰。研究发现，m⁶A广泛存在于哺乳动物、植物和酵母甚至病毒的RNA中^[1]。哺乳动物m⁶A修饰位点大多位于终止密码子及3′非翻译区（untranslated region, UTR）附近^[2]，平均每条mRNA存在3～5个m⁶A位点^[3]。研究表明，m⁶A修饰位点存在相对保守的基序：[G/A/U][G＞A]m⁶AC[U＞A＞C]^[3]。

RNA m⁶A甲基化修饰在细胞内是一个动态可逆的过程，同时受甲基转移酶、去甲基化酶以及m⁶A结合蛋白的调控。m⁶A修饰可在转录后水平调控RNA的稳定性、定位、运输、剪切和翻译等^[1]。m⁶A修饰参与多项机体生物进程，包括机体应激反应^[4]、干细胞分化^[5]、生物节律^[6]、性别决定^[7]、DNA损伤^[8]等。

早在20世纪70—80年代，就有研究发现病毒RNA存在m⁶A修饰，包括猴空泡病毒40（simian virus 40, SV40）^[9]、Rous肉瘤病毒（Rous sarcoma virus, RSV）^[10]、甲型流感病毒（influenza A virus, IAV）^[11]等，但当时并不清楚这些修饰的作用。近几年来，随着m⁶A相关调控蛋白的发现以及m⁶A测序方法的突破，关于病毒m⁶A的报道大量涌现，目前已有的研究对象涉及反转录病毒、DNA病毒、正链RNA病毒、负链RNA病毒等多个病毒科的病毒。这些研究表明，m⁶A根据病毒种类和细胞类型的不同发挥不同的作用。随着研究的不断深入，最新的研究发现，病毒感染导致宿主转录本m⁶A修饰发生改变，进而调控宿主对病毒感染的应答。本文对m⁶A修饰调控的分子机制、m⁶A检测方法、m⁶A及其相关蛋白调控病毒感染、m⁶A修饰调控宿主对病毒感染的应答等方面进行总结，以期为今后深入研究m⁶A调控病毒感染的作用及机制提供参考。

m⁶A作为一种RNA表观遗传修饰，在生物体内是可逆的动态过程，这个过程由m⁶A甲基化酶、m⁶A去甲基化酶和m⁶A结合蛋白共同参与（图1）。

m⁶A甲基化酶即m⁶A写入蛋白（writers），是一个由多种蛋白共同组成的甲基转移酶复合物，以S-腺苷甲硫氨酸（S-adenosyl methionine, SAM）为甲基供体，催化RNA m⁶A形成。这个复合体包含甲基转移酶样蛋白3（methyltransferase like 3, METTL3）、甲基转移酶样蛋白14（methyltransferase like 14, METTL14）、肾母细胞瘤1相关蛋白（Wilms tumor 1-associated protein, WTAP）以及新发现的RNA结合基序蛋白15/15B（RNA binding motif protein 15/15B, RBM15/15B）、包含CCCH锌指结构域蛋白13（zinc finger CCCH domain-containing protein 13, ZC3H13）以及KIAA1429蛋白（又称为病毒样m⁶A甲基转移酶相关蛋白）等，可能还包含其他目前尚未获知的蛋白。其中，METTL3是发挥甲基转移酶活性的主要成分，是m⁶A甲基化酶复合物中第1个被鉴定的成分，定位于细胞核。研究表明，在HeLa细胞中抑制METTL3会导致细胞内m⁶A整体表达水平下降约30%；METTL14是甲基转移酶复合物的第2个有效组成部分，与METTL3高度同源，也定位于细胞核。在HeLa细胞和293FT细胞中抑制METTL14同样可以引起m⁶A表达水平的下降^[12]。生化特性分析表明，METTL3和METTL14按化学式计量比1∶1共同组成一个稳定的复合物来发挥作用^[12]。WTAP作为甲基转移酶复合物中的第3个重要组成部分，与METTL3-METTL14异源二聚体共同定位于细胞核^[13]。在HeLa和293FT细胞中抑制WTAP同样可以引起m⁶A表达水平的下降，但WTAP单独在体外不具备甲基转移酶活性，其可能通过招募甲基转移酶的催化亚基METTL3和METTL14到靶向mRNA，从而增强甲基转移酶的甲基化活性^[13]。ZC3H13是甲基转移酶新发现的组成部分，主要作用是维持甲基转移酶复合物的核定位^[14]。KIAA1429和RBM15/15B可以辅助METTL3-METTL14导向mRNA靶标，继而发挥甲基转移酶的甲基化活性^[15]。除了METTL3以外，真核生物中还有其他几种m⁶A甲基转移酶，如：甲基转移酶样蛋白16（methyltransferase like 16, METTL16）是新发现的m⁶A甲基转移酶，是METTL3的同源体，可以调控细胞SAM的水平并催化U6核小RNA及某些mRNA的甲基化^[16]；ZCCHC4可以催化28S核糖体RNA m⁶A甲基化^[17]。

m⁶A去甲基化酶即m⁶A擦除蛋白（erasers），可以催化去除甲基化反应。脂肪与肥胖相关蛋白（fat mass and obesity-associated protein, FTO）是于2011年发现的第1个去甲基化酶^[18]，属于AlkB家族的成员，是一种依赖于铁离子和酮戊二酸的双加氧酶，通过氧化去甲基化，其和机体的体质量指数以及肥胖密切相关。研究显示，在HeLa和293FT细胞中沉默FTO基因可提高RNA m⁶A整体表达水平，过表达FTO基因则表现出抑制作用^[18]。AlkB同源蛋白5（AlkB homolog 5, ALKBH5）是AlkB家族另一个针对m⁶A具有去甲基化活性的酶。在人的细胞中抑制ALKBH5，不仅可以增加mRNA的m⁶A水平，也会促进这些RNA从细胞核转运到细胞质中^[19]。FTO和ALKBH5是目前发现的最主要的2种去甲基化酶，但是否存在其他的去甲基化酶需要进一步研究。

m⁶A结合蛋白即m⁶A识别蛋白（readers），是指可以和m⁶A修饰的RNA结合的蛋白，m⁶A修饰的作用主要通过识别蛋白介导，目前发现的主要为具有YTH功能结构域的蛋白，包括YTHDF1、YTHDF2、YTHDF3、YTHDC1、YTHDC2，这些蛋白都包含1个保守的m⁶A结合域，偏好结合包含G[G＞A]m⁶ACU基序的经m⁶A甲基化修饰的RNA。其中，YTHDF家族成员彼此之间高度同源，均主要存在于细胞质中。研究发现，YTHDF1可以促进m⁶A修饰的mRNA翻译^[20]，YTHDF2具有加速m⁶A修饰的RNA降解的功能^[21]，YTHDF3兼具YTHDF1和YTHDF2的功能^[22]。与定位于细胞质中的YTH家族蛋白的功能不同，YTHDC1定位于细胞核中，其可以调控RNA剪切和m⁶A修饰的RNA核转运^[23-24]。YTHDC2是一种细胞质蛋白，可以提高经m⁶A修饰的RNA翻译效率，同时降低包含m⁶A修饰的mRNA的丰度^[25]。YTHDC2是相对分子质量较大的蛋白（160 kDa），结构也比较特殊，可能拥有更多功能，值得进一步研究。

除了YTH家族蛋白外，还存在多种可以和包含m⁶A的RNA结合的蛋白，比如真核起始因子3（eukaryotic initiation factor 3, eIF3）、脆性X智力障碍蛋白（fragile X mental retardation protein, FMRP）、胰岛素生长因子2结合蛋白（insulin growth factor 2 binding protein, IGF2BP）、核内不均一核糖核蛋白A2/B1（heterogeneous nuclear ribonucleoprotein A2/B1, hnRNPA2/B1）等。eIF3可以和包含m⁶A的RNA的5′非翻译区（5′UTR）结合，从而加速翻译起始^[26]。FMRP促进m⁶A修饰的mRNA核输出^[27]。IGF2BP可以通过识别m⁶A从而提高mRNA稳定性以及翻译效率^[28]。hnRNPA2/B1可以和被m⁶A修饰的RNA结合，从而调节RNA剪切和小RNA成熟过程^[29]。

新技术的出现使得确定RNA是否包含m⁶A修饰的检测变得灵活多样。在开发这些检测技术之前，常见的检测RNA m⁶A甲基化的方法包括二维薄层色谱法、m⁶A斑点印记法、高效液相色谱串联质谱法等，但这些方法都不能用于鉴定m⁶A的修饰位点。现在已开发出多种基于高通量测序的方法，以帮助确定m⁶A在基因组或转录组中的位置。

甲基化RNA免疫沉淀测序（methylated RNA immunoprecipitation sequencing, MeRIP-seq）是目前最常用的确定m⁶A位点的方法。该方法通过将总RNA或mRNA打断成100～200核苷酸（nt）长的小片段，用特异性的针对m⁶A的抗体共沉淀。沉淀后的RNA用于高通量文库构建，和不经过m⁶A抗体共沉淀的对照组文库进行测序比对，最终鉴定出包含m⁶A的片段^[30]。MeRIP-seq被广泛用于m⁶A位点的测序，但这种方法分辨率低，只能识别富含m⁶A的长100～200 nt的片段，不能精确到单核苷酸位点，而且这种方法需要的RNA量也相对较大。

后来又相继发明了几种分辨率更高的测序方法，光交联辅助m⁶A测序（photo-crosslinking-assisted m⁶A sequencing, PA-m⁶A-seq）就是其中一种^[31]。这种方法的具体操作如下：RNA经4-硫代尿苷（4-thiouridine, 4SU）标记后和特异性m⁶A抗体免疫共沉淀，沉淀后的标记RNA通过紫外线和抗体交联，然后被消化成30nt左右的片段。这些片段经反转录后，在生成的互补DNA上的m⁶A位点附近引入突变，以此来确定m⁶A位置。该方法虽然比MeRIP-seq的精确度高，但是也不能达到单核苷酸级别的分辨率，而且该技术只能检测4SU位点附近的m⁶A修饰。此外，有研究者发明了通过抗体/RNA光交联实现单碱基分辨率识别m⁶A的方法，称为m⁶A单核苷酸分辨率交联与免疫沉淀（m⁶A individual-nucleotide-resolution crosslinking and immuno-precipitation, miCLIP）^[32]。该方法将RNA片段直接和特异性m⁶A抗体通过紫外线交联，然后在RNA 3′端连接接头，5′端进行放射标记，如果RNA中存在m⁶A修饰，则在反转录时交联抗体的产物将在m⁶A位点附近直接引入有特征性的截短或突变。这种方法能够达到单碱基级别的分辨率，和PA-m⁶A-seq相比分辨率更高，而且RNA不需要经4SU处理。但该方法也有一定的缺陷，与MeRIP-seq方法相比工作量更大，而且因为分析主要依赖于检测cDNA文库中的突变或截短，所以对高通量测序的深度和质量要求更高。以上方法都存在一定的局限性，它们都依赖m⁶A抗体，这可能会导致检测偏差，而且在很多情况下生物重复度不够也可能导致检测产生偏差。尽管如此，这些方法的出现已经为细胞或病毒RNA m⁶A定位提供了大量的信息。

后续又有研究人员研发出不依赖抗体的m⁶A检测方法，即通过特异性识别m⁶A位点的RNA酶MazF来裂解m⁶ACA基序，该方法被称为m⁶A敏感的RNA核糖核酸内切酶辅助测序（m⁶A-sensitive RNA-endoribonuclease-facilitated sequencing, m⁶A-REF-seq）方法^[33]或MAZTER-seq方法^[34]，这种方法需要的RNA量较少，而且能直接用于检测m⁶A，但缺点是只能检测m⁶ACA这一种类型的m⁶A修饰，无法覆盖所有的m⁶A。最近又出现2种不依赖抗体的单核苷酸分辨率的检测方法，一种方法称为m⁶A标记测序（m⁶A-label-seq）^[35]，即通过细胞自身代谢对全转录组RNA m⁶A进行标记，通过在细胞中加入SAM的类似物（烯丙基取代的SAM类似物）或allyl-SeAM[这种SAM类似物能够在原本m⁶A处产生N⁶-烯丙基腺嘌呤（a⁶A），即将甲基换成了烯丙基]，再经过碘诱导的环化反应形成腺嘌呤的衍生物，这种衍生物在进行反转录聚合酶链式反应（reverse transcription polymerase chain reaction, RT-PCR）时将形成突变，最后通过高通量测序分析某些位点突变频率增加即可知道m⁶A位点。另一种方法称为m⁶A-SEAL，是一种FTO辅助m⁶A选择性化学标记法（FTO-assisted m⁶A selective chemical labeling method）^[36]，将m⁶A的去甲基酶FTO蛋白作为催化剂，将mRNA上化学惰性的m⁶A转化为高反应活性的中间态产物N⁶-羟甲基腺嘌呤（hm⁶A），然后利用二硫苏糖醇的巯基与hm⁶A发生反应，将不稳定的hm⁶A转化为更稳定的N⁶-二硫醇甲基腺苷（dm⁶A）。dm⁶A上的自由巯基可以与甲烷硫代磺酸（methanethiosulfonate, MTSEA）快速反应，实现在mRNA上m⁶A的位置标记生物素，最终可被链霉亲和素磁珠捕获，从而富集含有m⁶A修饰的RNA片段供后续高通量测序使用。这2种新方法都是通过化学修饰实现m⁶A位点识别，均属于间接检测m⁶A的方法。在未来，人们需要的是一种简单、高效、分辨率高的m⁶A检测方法，并且需要更精确的算法辅助分析。

越来越多的研究表明，m⁶A及其相关蛋白在病毒感染过程发挥着重要作用，根据病毒种类的不同，对其调控作用的总结如表1所示。

目前，关于病毒m⁶A修饰研究较多的是人类免疫缺陷病毒（human immunodeficiency virus, HIV），许多研究阐述了m⁶A在HIV生命周期中发挥的作用。TIRUMURU等^[37]和LICHINCHI等^[38]均发现，甲基转移酶METTL3/METTL14可以促进HIV-1的复制，而去甲基化酶ALKBH5和FTO起抑制作用。KENNEDY等^[39]对已鉴定到的m⁶A位点进行突变，发现此举可以降低病毒RNA载量以及病毒滴度。LICHINCHI等^[38]用CD4^＋ T细胞作为研究模型，发现抑制m⁶A甲基转移酶可以降低HIV-1感染，反之，抑制去甲基化酶可以提高HIV-1感染。上述3项研究结果均显示，HIV-1 RNA m⁶A修饰可以调节病毒基因的表达，但对于具体调控机制有不同看法。首先，对于HIV-1 RNA m⁶A修饰的数量及具体位置存在争议。KENNEDY等^[39]发现，m⁶A位点主要存在于RNA基因组的3′端；而LICHINCHI等^[38]认为，整个HIV-1 RNA基因组共存在14个m⁶A修饰，包括在Rev应答因子（Rev response element, RRE）上存在的2个，这些修饰可以调控包含RRE的RNA出核，并提高病毒Rev蛋白和RRE的结合率。造成这些差异可能是不同的研究者采用了不同的HIV毒株、不同的细胞类型和不同的试剂等，也可能是采用的研究技术有差异。LICHINCHI等^[38]直接采用m⁶A抗体沉淀打断的RNA，KENNEDY等^[39]则先用4-硫代尿苷编辑病毒RNA，再用m⁶A抗体交联全长的RNA。其次，有关YTHDF蛋白对HIV转录和复制的影响也存在争议。KENNEDY等^[39]观察到过表达YTHDF蛋白可以提高HIV-1复制率以及HIV-1的p24、p55、Nef蛋白的表达水平，而TIRUMURU等^[37]观察到过表达YTHDF蛋白会抑制HIV-1反转录和HIV-1复制。LU等^[40]在之前研究的基础上继续探讨了YTHDF蛋白抑制HIV-1感染的机制，发现在HIV-1靶细胞中过表达YTHDF1、YTHDF2、YTHDF3可以降低病毒基因组RNA水平，同时抑制了HIV-1早期和晚期的反转录过程。YTHDF1、YTHDF2、YTHDF3蛋白与病毒基因组包含m⁶A修饰的5′前导序列的结合能力更强，突变5′前导序列2个m⁶A修饰位点可以显著降低病毒的感染能力，说明这2个m⁶A修饰位点在HIV-1感染过程中发挥着重要作用。在未来，需要更进一步的研究来系统解释HIV-1感染过程中宿主和病毒RNA m⁶A调控的分子机制。

乙型肝炎病毒（hepatitis B virus, HBV）是一种双链DNA病毒，其复制受m⁶A的调控^[41]。抑制宿主甲基化酶METTL3-METTL14和m⁶A结合蛋白YTHDF2基因均能提高HBV转录本的稳定性和蛋白表达水平。测序发现HBV转录本只有一个m⁶A峰，位于ε茎环内。这个茎环存在于所有病毒转录物包括前基因组RNA（pregenomic RNA, pgRNA）的3′末端，也存在于pgRNA的5′末端。有趣的是，在3′茎环引入沉默m⁶A的突变增加了该病毒转录物的稳定性，但突变pgRNA 5′ε茎环的m⁶A位点则降低了反转录水平，表明m⁶A对HBV RNA有双重调控作用^[41]。因此，阐明m⁶A在3′和5′茎环之间如何寻求平衡从而促进HBV的增殖是未来的研究方向。

猴空泡病毒40（SV40）是一种在细胞核内复制的小的双链DNA病毒，其RNA也包含m⁶A修饰。虽然在1979年就已经知晓SV40 mRNA中存在m⁶A^[9]，但m⁶A在病毒mRNA上的精确位置以及在病毒周期中发挥的作用直到最近才被研究发现。SV40转录本中都存在m⁶A，其中早期SV40转录本中包含2个m⁶A位点，而晚期转录本中有11个m⁶A位点。丢失m⁶A的SV40早期转录本对病毒感染能力没有影响，但突变晚期转录本的m⁶A位点可降低病毒感染能力。晚期转录本m⁶A的丢失抑制SV40核输出，从而导致结构蛋白VP1表达减少。抑制METTL3的表达可降低SV40的复制，而过表达YTHDF2提高了病毒的复制水平，这进一步表明m⁶A可促进SV40感染能力的提升^[42]。未来需要研究m⁶A影响晚期转录本核输出的分子机制以及m⁶A在SV40及其他人类多瘤病毒中的功能是否相似。

疱疹病毒拥有大的双链DNA基因组，在细胞核内复制。目前已有关于Kaposi肉瘤相关疱疹病毒（Kaposi’s sarcoma-associated herpesvirus, KSHV）m⁶A定位及功能的研究^[43-45]。一些试验结果发现，许多KSHV转录本上都存在m⁶A，包括KSHV开放阅读框50（open reading frame 50, ORF50）mRNA，其编码复制转录激活因子（replication transcription activator, RTA），是KSHV激活所需的主要反式激活因子。研究表明，m⁶A可调节RTA反式激活因子，但是在m⁶A如何调控ORF50/RTA上出现了意见分歧，这可能是因为研究者们使用的细胞类型不同。HESSER等^[44]发现，在iSLK.219和iSLK.BAC16细胞中，沉默METTL3和YTHDF2可抑制KSHV ORF50/RTA的表达，同时会抑制病毒裂解再激活过程以及病毒释放，表明m⁶A可促进KSHV裂解再激活。但在B细胞中，m⁶A负调控ORF50/RTA和KSHV的裂解再激活。相反地，TAN等^[45]发现在类似细胞KiSLK中，抑制YTHDF2可延长再激活过程中许多病毒mRNA的半衰期，导致病毒产量升高，而过表达YTHDF2可使病毒蛋白和病毒产量均下降，推测YTHDF2可能通过促进病毒裂解转录本的降解来抑制KSHV裂解再激活，表明m⁶A在KSHV裂解再激活中可能起抑制作用。YE等^[43]研究显示，ORF50/RTA mRNA上的m⁶A由YTHDC1读取，它与富含丝氨酸/精氨酸剪切因子（serine/arginine-rich splicing factor, SRSF）（SRSF3和SRSF10）共同作用促进ORF50/RTA mRNA的剪接和表达。这些结果表明，m⁶A在KSHV裂解再激活过程中发挥作用，但是其如何发挥作用目前还没有达成共识。不同细胞系m⁶A可能对KSHV感染发挥不同作用，反映了可能存在细胞限制性的作用结果，今后可能需要在不同的细胞系研究m⁶A的作用。

此外，疱疹病毒科的Epstein-Barr病毒（Epstein-Barr virus, EBV）也被证实在病毒潜伏或裂解转录物上存在m⁶A修饰。研究人员发现，EBV的m⁶A修饰可以提高潜伏基因的表达量，却抑制裂解基因的表达。另外，研究人员还发现甲基转移酶METTL14是EBV诱导肿瘤生成的重要因素，METTL14在EBV潜伏感染的细胞内表达量升高，在裂解感染期表达量下降，抑制甲基转移酶METTL14活性可导致EBV潜伏转录物的表达量降低。METTL14在体外可以促进EBV转化细胞的增殖，在体内可以增强EBV的致瘤性。最后，研究人员发现病毒编码的潜在癌蛋白EBNA3C可以激活METTL14的转录，并直接与METTL14相互作用提高其稳定性，说明EBV可以通过劫持METTL14驱动EBV介导的肿瘤发生^[46]。

有研究报道了m⁶A修饰对黄病毒科病毒的影响^[47]，该病毒基因的表达过程完全在细胞质中进行。已进行m⁶A测序的病毒包括丙型肝炎病毒（hepatitis C virus, HCV）、寨卡病毒（Zika virus, ZIKV）、登革热病毒（dengue virus, DENV）、黄热病毒（yellow fever virus, YFV）、西尼罗病毒（West Nile virus, WNV），研究发现这些病毒基因组都存在m⁶A修饰，每个病毒的基因组最后一个基因（NS5/NS5B）都出现了较集中的m⁶A修饰位点。GOKHALE等^[47]研究发现，HCV RNA基因组共有19个富含m⁶A修饰的位点，涵盖了5′UTR、Core（核心蛋白）基因以及其他基因区域。抑制甲基转移酶METTL3/METTL14可提高HCV蛋白的表达，而抑制去甲基化酶FTO则能抑制病毒蛋白表达。此外，研究还发现m⁶A结合蛋白YTHDF可能调控病毒的组装。激光共聚焦实验发现，YTHDF1、YTHDF2、YTHDF3蛋白与HCV RNA共定位于HCV病毒颗粒组装的位点——脂滴，并且能够在不影响病毒复制的情况下负调控病毒的组装。研究人员发现，将与YTHDF蛋白结合的m⁶A位点突变后，病毒RNA与YTHDF的结合能力下降，但与HCV核心蛋白结合能力增强。突变后的病毒滴度也得到提高，但病毒复制能力和蛋白产量没有变化。由此猜想，YTHDF可能起到了抗病毒的作用，其通过与病毒RNA结合阻止病毒RNA和核心蛋白结合，从而影响病毒组装，最终导致病毒颗粒产量减少。

另一个研究得较多的黄病毒科病毒是寨卡病毒（ZIKV）。LICHINCHI等^[48]研究发现：ZIKV RNA基因组大约有3%的腺苷存在m⁶A修饰；经高通量测序发现ZIKV MR766非洲毒株存在12个m⁶A富集的位点，且一半出现在非结构蛋白NS5编码区和3′UTR。和m⁶A调控HCV感染类似，METTL3/METTL14抑制ZIKV的复制，而ALKBH5和FTO可提高病毒的复制。YTHDF1、YTHDF2、YTHDF3结合ZIKV RNA m⁶A使得病毒复制降低，对其进行负调控。同时，LICHINCHI等^[48]也研究了ZIKV感染后宿主m⁶A修饰的变化，结果表明，病毒感染后宿主m⁶A水平上升，其中5′UTR的m⁶A修饰水平上升，3′UTR的m⁶A修饰水平下降。而基因本体（gene ontology, GO）分析发现，一些和免疫相关的基因发生了m⁶A改变，包括出现新的m⁶A修饰位点或丢失原有的m⁶A，这些基因m⁶A修饰的改变是否影响病毒复制值得进一步研究。

肠道病毒71型（enterovirus 71, EV71）为单股正链RNA病毒，在细胞质中复制。研究表明，EV71也存在m⁶A修饰。EV71基因组的m⁶A位点位于编码衣壳蛋白VP、RNA依赖性RNA聚合酶3D和非结构蛋白2C的基因上。消除VP1和2C基因的m⁶A修饰降低了EV71的复制，提示m⁶A对EV71感染有正向调节作用。研究还发现，抑制METTL3可使病毒复制减少，而抑制FTO或3种YTHDF蛋白或YTHDC1均可增强病毒复制。在感染EV71的细胞中，有几个m⁶A相关蛋白的定位发生了改变：METTL3和METTL14蛋白表达上调并移向细胞质，细胞质识别蛋白YTHDF1和YTHDF2部分重新定位于细胞核，而细胞核识别蛋白YTHDC1也部分迁移到细胞质中。与蛋白定位一致的是，检测发现METTL3蛋白直接与细胞质中的EV71 3D蛋白相互作用，表明3D可以招募METTL3蛋白到病毒RNA复制位点^[49]。

甲型流感病毒（IAV）属于正黏病毒科，是一种单股负链、分节段的RNA病毒，在细胞核中复制。早在20世纪70年代，人们就发现IAV RNA上存在m⁶A修饰，但直到现在才明确m⁶A在IAV感染中发挥的作用。在IAV感染的肺上皮细胞A549中，绘制m⁶A修饰位点及YTHDF蛋白结合位点，结果显示，在IAV负链或正链RNA中存在较多m⁶A修饰位点。在每个RNA片段上发现的m⁶A位点数与多年前预测的每个IAV mRNA的m⁶A数相似，包括编码血凝素（hemagglutinin, HA）的mRNA片段。与已经讨论过的黄病毒科病毒不同，m⁶A修饰促进了IAV感染。过表达METTL3和YTDF2基因提高了病毒蛋白的表达量和病毒滴度，而失活IAV m⁶A位点降低了HA mRNA和蛋白表达水平。这些m⁶A突变病毒在感染小鼠后的致病性也减弱。总之，研究表明m⁶A提高了HA表达从而促进IAV复制并增强其致病性^[50]。未来的研究需要进一步揭示m⁶A增强IAV基因表达的分子机制。

人类呼吸道合胞体病毒（human respiratory syncytial virus, RSV）是不分节段的负链RNA病毒，近年有研究通过m⁶A测序发现RSV负链、正链RNA都存在m⁶A修饰。过表达m⁶A结合蛋白会显著提高病毒复制和基因表达能力，抑制m⁶A甲基化酶时病毒复制和基因表达水平下降，而抑制m⁶A去甲基化酶时效果相反。由测序结果可知，病毒G基因的m⁶A修饰最丰富，G基因m⁶A位点发生突变的重组病毒在A549细胞中的复制能力减弱，同时对小鼠的致病力也减弱，表明病毒m⁶A修饰增强了RSV的复制能力和致病性^[51]。

LU等^[52]对副黏病毒科另一种病毒人偏肺病毒（human metapneumovirus, HMPV）的m⁶A修饰及作用也进行了相关研究。研究发现，HMPV负链、正链RNA都存在m⁶A修饰。过表达m⁶A甲基化酶或者抑制m⁶A去甲基化酶都能提高HMPV感染率，反之，过表达m⁶A去甲基化酶或者抑制m⁶A甲基化酶时效果相反。此外，还发现m⁶A位点突变的重组病毒以依赖视黄酸诱导基因Ⅰ（retinoic acid inducible gene-Ⅰ, RIG-Ⅰ）的方式诱导更多Ⅰ型干扰素产生，原因是缺失m⁶A的病毒RNA可以诱导RIG-Ⅰ的高表达，提高病毒RNA和RIG-Ⅰ的结合能力，并促进RIG-Ⅰ构象改变，最终导致干扰素表达量上升。由此推测，病毒m⁶A修饰可以逃避宿主天然免疫系统的识别并提高病毒的致病力。动物实验也表明，m⁶A缺失重组病毒在小鼠体内能诱导高水平干扰素产生，导致病毒毒力减弱^[52]。

综上所述，m⁶A及其相关蛋白在病毒的生命周期中发挥重要作用。随着m⁶A机制研究的不断深入，研究人员发现m⁶A在宿主应答病毒感染过程中同样具有调节作用。DURBIN等^[53]发现，m⁶A修饰可以降低RNA和病毒重要模式识别受体RIG-Ⅰ的结合能力，表明m⁶A参与调控宿主抗病毒的天然免疫。KARIKÓ等^[54]发现，包含m⁶A修饰的RNA不能激活宿主天然免疫系统中病原相关分子模式识别受体（Toll样受体）。ZHENG等^[55]发现，病毒感染后，宿主RNA解旋酶DDX46通过结合去甲基化酶ALKBH5，使得一些包含m⁶A修饰的抗病毒转录物（Mavs、Traf3、Traf6）去甲基化，导致这些抗病毒转录物滞留在细胞核内，从而阻止其翻译，最终抑制Ⅰ型干扰素产生。WINKLER等^[56]发现，抑制宿主METTL3或YTHDF2蛋白可导致病毒感染后干扰素刺激基因（interferon-stimulated gene, ISG）表达量升高，使得不同病毒的产量均以干扰素信号依赖的方式受到抑制。干扰素信号通路是宿主抵抗外界病原微生物感染的第1道防线，最终研究表明宿主干扰素基因IFN mRNA具有m⁶A修饰，在抑制METTL3或YTHDF2表达的情况下，IFN表达更稳定，进而诱导更多ISG产生，发挥抗病毒作用。相似地，另一项研究也发现，由双链DNA或人类巨细胞病毒（human cytomegalovirus, HCMV）诱导产生IFN这一过程受细胞m⁶A甲基化酶METTL14和去甲基化酶ALKBH5的调控。沉默METTL14可降低病毒的产量，并提高HCMV诱导的IFNβ1 mRNA的产量和稳定性，沉默ALKBH5的作用相反，最终研究发现IFNβ1 mRNA具有m⁶A修饰^[57]。

m⁶A修饰不仅可以影响宿主抗病毒先天免疫应答系统，也可以介导宿主细胞代谢应答病毒感染。LIU等^[58]研究发现，病毒感染后，宿主通过减弱宿主细胞m⁶A去甲基化酶ALKBH5的活性，增加酮戊二酸脱氢酶（OGDH）mRNA的m⁶A修饰，从而降低其mRNA稳定性，导致病毒复制必需的代谢产物亚甲基丁二酸的产量降低，最终抑制病毒复制^[58]。病毒感染可能导致宿主mRNA m⁶A修饰发生改变，进而影响宿主基因的表达，最终调控病毒感染。LICHINCHI等^[48]在分析黄病毒科病毒ZIKV基因组m⁶A修饰时，还发现病毒感染后宿主免疫通路相关基因mRNA m⁶A修饰变化较大，但研究者没有接着分析宿主mRNA m⁶A修饰的改变是否影响病毒感染。最近的研究表明，黄病毒科成员（DENV、ZIKV、WNV、HCV）感染宿主会导致宿主特定基因mRNA m⁶A修饰发生改变，包括RIOK3（编码一种丝氨酸/苏氨酸蛋白激酶）、CIRBP（编码一种冷诱导RNA结合蛋白）。在病毒感染过程中，RIOK3 mRNA上m⁶A修饰增加可以促进其翻译，而CIRBP mRNA上m⁶A修饰减少可以促进其可变剪切。病毒感染分别通过激活宿主天然免疫或内质网应激通路导致RIOK3或CIRBP m⁶A修饰的改变，而RIOK3和CIRBP编码的蛋白又可以调控DENV、ZIKV、HCV的感染。所以，黄病毒科病毒感染通过激活宿主信号通路改变特定基因mRNA m⁶A修饰，调节宿主蛋白表达，最终影响病毒感染^[59]。

m⁶A修饰不仅在不同病毒间发挥不同作用，例如m⁶A修饰对SV40、EV71、IAV、RSV、HMPV等病毒有正向调控作用^[42,49-52]，对HCV、ZIKV等病毒有负向调控作用^[47-48]，而且在同一种病毒不同培养体系中也可能发挥不同的作用，例如在上皮细胞中，m⁶A促进KSHV裂解再激活，但在B细胞中，m⁶A抑制KSHV裂解再激活^[43-45]。m⁶A修饰在生物体内是动态可逆的过程，广泛参与修饰宿主和病毒RNA的修饰，调控机制复杂，发挥功能多样，这就导致m⁶A在不同病毒、不同细胞甚至在不同时期发挥的作用不尽相同。m⁶A可以直接修饰病毒RNA，从而影响病毒基因表达或宿主免疫系统识别，也可以通过调节宿主基因表达来间接调控病毒感染，例如宿主先天免疫通路、细胞代谢通路等相关基因^[55-58]。虽然目前已有大量研究数据表明，m⁶A修饰在病毒生命周期中具有重要的调控作用，但其发挥调控的作用机制尚未明确。

目前，大部分研究采用的m⁶A测序方法分辨率不高，不能确定m⁶A修饰的精确位点和定量分析m⁶A修饰的丰度，而且仅通过抑制或过表达m⁶A相关蛋白分析对病毒复制的影响，不能区分是病毒或/和宿主RNA m⁶A对病毒感染发挥作用。因此，未来的研究可以结合单碱基分辨率的m⁶A测序方法，精确定位病毒m⁶A修饰的位点，结合定点突变技术确定病毒m⁶A修饰的作用，还可通过定量分析宿主mRNA m⁶A修饰的变化筛选调控病毒感染的靶基因并分析其具体作用机制。

总之，本文就目前m⁶A修饰与病毒感染的相关研究进行了综述，发现病毒或宿主RNA m⁶A修饰的变化均可以调节病毒感染，但关于具体调控机制的研究尚不深入。未来的研究可能需要综合考虑各方面因素（细胞类型、病毒毒株、感染时间等），采用单碱基分辨率的测序技术系统地分析病毒或宿主m⁶A在病毒复制周期中的作用和具体机制，为抗病毒研究提供全新的理论基础。